一、引言
杂交瘤技术由Köhler和Milstein于1975年建立，其基本原理建立在三个核心原则之上：其一，一个致敏的B细胞克隆只产生一种抗体；其二，细胞融合产生的杂交瘤细胞可同时保持双方亲代细胞的特性；其三，可利用代谢缺陷补救机理筛选出杂交瘤细胞并进行克隆化。
左Köhler 右Milstein
在聚乙二醇（PEG）介导的细胞融合过程中，融合产物为混合群体，包含未融合的骨髓瘤细胞、未融合的脾细胞、骨髓瘤细胞自身融合产物、脾细胞自身融合产物，以及目标产物——脾细胞与骨髓瘤细胞的杂交瘤细胞。因此，必须建立一套有效的筛选系统从中分离目标细胞。这一筛选过程分为两个层级：第一级利用HAT选择性培养基实现代谢筛选，第二级通过克隆化和抗原特异性检测实现功能性筛选。
二、基于代谢途径差异的HAT选择系统
2.1 DNA合成的两条代谢通路
HAT培养基筛选的生物学基础在于哺乳动物细胞DNA合成存在两条并行的代谢通路。
第一条为主要合成途径（从头合成途径） ，即由氨基酸及其他小分子化合物合成核苷酸，为DNA分子合成提供原料。在此过程中，叶酸作为重要的辅酶参与反应。
第二条为补救合成途径，该途径利用次黄嘌呤-鸟嘌呤磷酸核糖转移酶（HGPRT）催化次黄嘌呤生成嘌呤核苷酸，利用胸腺嘧啶核苷激酶（TK）催化胸腺嘧啶脱氧核苷生成嘧啶核苷酸。两种酶均为该途径所必需，缺一不可。
HAT培养基即由H（次黄嘌呤，hypoxanthine）、A（氨基蝶呤，aminopterin）和T（胸腺嘧啶脱氧核苷，thymidine）三种关键组分构成。其中氨基蝶呤作为叶酸的拮抗剂，可阻断DNA合成的主要途径；次黄嘌呤和胸腺嘧啶脱氧核苷则为补救途径提供底物。
2.2 HAT培养基对三种细胞类型的差别化选择
HAT培养基的选择性作用机制体现在对不同细胞类型的差异化处理上。
用于融合的骨髓瘤细胞系（如Sp2/0、NS-0、P3X63Ag8.653等）均经人工诱导筛选为HGPRT缺陷型细胞。此类细胞虽具备在体外无限增殖的能力，但由于缺乏HGPRT酶，其补救合成途径功能缺失。在HAT培养基中，其DNA主要合成途径被氨基蝶呤阻断，补救途径又因酶缺陷无法利用外源次黄嘌呤和胸腺嘧啶，故无法合成DNA，继而迅速死亡。
未融合的免疫脾细胞及其自身融合产物虽具备正常的HGPRT酶活性，能够在补救途径支持下存活，但脾细胞属于终末分化细胞，在体外培养环境中缺乏长期增殖的能力，通常在培养约10天后自然死亡。
唯有脾细胞与骨髓瘤细胞融合形成的杂交瘤细胞，既从骨髓瘤亲本获得了体外无限增殖的特性，又从脾亲本获得了功能性的HGPRT酶基因产物，因而在HAT培养基中既能通过补救途径合成DNA，又能持续增殖，成为唯一能在该选择压力下长期存活的细胞类型。
2.3 筛选窗口与换液节奏的控制
HAT筛选阶段需注意以下关键参数的精确控制。
筛选时间窗口：融合后的细胞悬浮于HAT培养液中，分别滴入96孔培养板各孔中（每孔约0.1 mL），置于含5%~7% CO₂、37°C、饱和湿度的培养箱中培养。在选择培养基中培养约1至2天，即有大量骨髓瘤细胞死亡；3至4天后骨髓瘤细胞基本消失，杂交瘤细胞开始形成小集落。
换液与维持：HAT选择培养液通常维持7至10天，此后应更换为HT培养液（不含氨基蝶呤），以解除筛选压力，促进杂交瘤细胞增殖。在此培养期间，一般每2至3天更换一半培养液。当杂交瘤细胞布满孔底约五分之一面积时，即可启动特异性抗体的检测。
集落形成：融合的杂交瘤细胞通常在培养约2周后形成肉眼可见的集落。过早进行检测可能导致假阴性结果，过晚则可能因细胞过度生长导致营养耗竭。
三、阳性克隆的分离与确认
3.1 为什么要做克隆化
HAT筛选后存活的杂交瘤群体中，单个培养孔往往包含多个独立的杂交瘤克隆。这是因为细胞融合和铺板过程中，多个杂交瘤细胞可能被分配到同一孔中，各自增殖形成混合克隆群体。
这一多克隆状态会带来两个问题。其一，如果孔中同时存在针对不同抗原表位的抗体分泌克隆，最终获得的将是多克隆抗体混合物而非单克隆抗体。其二，不分泌抗体的杂交瘤细胞或分泌无关抗体的细胞通常增殖速度更快，会逐渐成为优势生长群体，导致目标抗体分泌细胞被抑制甚至完全丢失。
因此，一旦通过抗体检测确认某孔分泌目标抗体，即应立即启动克隆化操作，确保最终获得由单个杂交瘤细胞增殖而来的遗传同质细胞群体。
3.2 有限稀释法的操作与统计原理
有限稀释法是目前应用最为广泛的克隆化方法。其原理基于泊松分布：将杂交瘤细胞悬液进行梯度稀释后接种于96孔培养板，当每孔平均接种细胞数控制在0.5至1个时，理论上可获得相当比例来源于单个细胞的克隆孔。
实际操作中，有限稀释法的一般流程如下。首先，在克隆前一天制备饲养细胞层，于96孔培养板每孔中加入约1×10⁵/mL的饲养细胞悬液100 μL，置于CO₂培养箱中过夜。饲养细胞（通常来源于小鼠脾细胞、腹腔巨噬细胞或胸腺细胞）可分泌多种生长因子，为低密度条件下的杂交瘤单细胞提供必要的微环境支持。
其次，将待克隆的杂交瘤细胞从原培养孔中轻轻吹打制成单细胞悬液，用血球计数板计数活细胞数。然后用含HT的完全培养基进行系列倍比稀释，调整至每毫升含5、10、50个细胞等不同梯度。每孔接种0.1 mL细胞悬液，使每孔分别约含0.5、1和5个细胞，不同梯度分别铺板以提高获得单克隆孔的概率。
接种后置于37°C、5% CO₂湿润环境中培养7至10天。待出现肉眼可见的克隆或在倒置显微镜下观察到杂交瘤细胞布满孔底约五分之一面积时，即可取上清进行抗体检测。
3.3 亚克隆的终点判定
一次有限稀释通常不足以绝对保证所获克隆来源于单个细胞。为确保克隆的单克隆性，标准操作要求进行至少两轮亚克隆。实际操作中，建议重复3至5轮连续亚克隆，每轮均选取抗体效价高、形态良好的单克隆阳性孔进行下一轮操作，直至阳性孔率达到100%，方可认定细胞株已具备遗传同质性。
完成克隆化后，应尽快将所得克隆细胞进行冷冻保存，以防止因长期传代导致的染色体丢失或抗体分泌能力下降。
3.4 抗原特异性：ELISA法判定阳性孔
在克隆化过程中及克隆化完成后，需同步进行抗原特异性筛选，以确认所获克隆分泌的抗体针对目标抗原具有特异性结合能力。最常用的检测方法为酶联免疫吸附试验（ELISA），将目标抗原包被于固相载体，加入杂交瘤培养上清，以酶标二抗检测特异性抗体的存在。
阳性孔的判定标准通常采用统计学方法：以无关抗原（如BSA）包被孔作为阴性对照，以免疫小鼠血清作为阳性对照，待测孔信号值显著高于阴性对照均值加三倍标准差者判为阳性。
抗原特异性筛选的深层原理在于抗原-抗体特异性结合反应——只有分泌针对目标抗原抗体的杂交瘤克隆，其培养上清才能与固相抗原发生特异性免疫结合反应而被检出。
四、结语
杂交瘤筛选系统的核心逻辑可概括为两级递进式选择。第一级基于代谢途径的差异：利用氨基蝶呤阻断DNA从头合成，借助HGPRT酶缺陷型骨髓瘤细胞系，实现杂交瘤细胞的选择性存活。第二级基于单细胞分离与功能验证：通过有限稀释实现单克隆化，通过抗原-抗体特异性反应完成功能性确认。两级筛选相互衔接，缺一不可。
在实验操作中，筛选的成功不仅依赖于对上述原理的准确理解，更取决于对细胞状态、培养条件与检测窗口期的精细化控制——包括HAT换液节奏的把握、有限稀释时细胞计数的准确性、饲养细胞的状态、以及ELISA检测中阴阳性对照的严格设立。这些参数控制的优劣，直接影响最终能否获得稳定分泌特异性抗体的单克隆杂交瘤细胞株。
